 Botanical Research 植物学研究, 2013, 2, 56-61 http://dx.doi.org/10.12677/br.2013.22010 Published Online April 2013 (http://www.hanspub.org/journal/br.html) Study on Anti-Nutritional Compounds in Seeds of Brassica napus* Yanlin Shao, Yanan Gao, Yueqin Kong, Youping W ang# College of Bioscience and Biotechnology, Yangzhou University, Yangzhou Email: #wangyp@yzu.edu.cn Received: Mar. 12th, 2013; revised: Mar. 20th, 2013; accepted: Apr. 10th, 2013 Copyright © 2013 Yanlin Shao et al. This is an open access article distributed under the Creative Commons Attribution License, which permits unrestricted use, distribution, and reproduction in any medium, provided the original work is properly cited. Abstract: Rapeseed (Brassica napus L.) is the second largest oil crop in the world. And rapeseed meal, the by-product after oil processing, has been considered as a good source for protein and animal forage, which makes rapeseed an useful economic crop. However, the utilization of rapeseed is still limited to the existance of abundant anti-nutritional factors including phenolic compounds, lignin and fibre. Hence, improving the quality of rapeseed with reduced anti-nutritional factors is becoming the primary mission for rapeseed breed- ers. The phenolic compounds of rapeseed mainly include plant tannins, proanthocyanidins, flavonoids, hy- droxycinnamic acid derivatives and glucosinolate. Since proanthocyanidins (PAs) is relevant to the formation of pigments in seed coat, many studies focused on discovering biosynthetic pathway and better quantification of PAs. At the same time, the group of anti-nutritional factors is interrelated to one another, which need to be deeply clarified by further studies in the future, including their synthetic precursors, biosynthetic pathway and molecular mechanisms. Keywords: Brassica napus L.; Phenolic Compounds; Lignin; Fibre 甘蓝型油菜种子抗营养物质的研究* 邵彦林，高亚楠，孔月琴，王幼平# 扬州大学生物科学与技术学院，扬州 Email: #wangyp@yzu.edu.cn 收稿日期：2013 年3月12 日；修回日期：2013 年3月20 日；录用日期：2013 年4月10 日 摘 要：甘蓝型油菜是重要的油料作物，不仅可生产食用油，而且其饼粕富含蛋白质，可作为动物饲 料。油菜种子中因含有大量抗营养物质，如多酚化合物、木质素和纤维素等，其中多酚物质主要包括 单宁、原花色素、类黄酮、羟基苯丙烯酸的衍生物和芥子油苷等，这些物质会严重影响菜籽油的品质 和饲料的营养价值。本文主要介绍这些抗营养物质的种类、分离和测定方法，为油菜品质育种和改良 提供参考。 关键词：甘蓝型油菜；多酚化合物；木质素；纤维素 1. 引言 作物，其种子不仅可以生产食用油，也是重要的工业 原料。榨完油后的菜籽饼粕因含有大量的必需氨基酸 和蛋白质，所以可作为优质动物饲料[1]。但油菜种皮 含有大量的抗营养物质，如酚类化合物、木质素和纤 甘蓝型油菜(Brassica napus L.)是一种重要的油料 *基金项目：高等学校博士学科点专项科研基金资助课题(2012325 0110009)。 #通讯作者。 Copyright © 2013 Hanspub 56  甘蓝型油菜种子抗营养物质的研究 维素等，这些物质与糖、蛋白质等结合，使油菜种子 中可利用营养成分含量下降，同时这些成分的增加对 油菜籽的后续加工也有一定的影响。本文主要介绍油 菜种子中这些抗营养物质的种类、分离和测定方法， 为油菜品质育种和改良提供参考。 2. 油菜籽中的酚类化合物 甘蓝型油菜种子含有大量的酚类化合物，主要有 植物单宁、类黄酮、酚酸、简单酚类和羟基苯丙烯酸 及其衍生物等。羟基苯丙烯酸的衍生物主要有芥子 碱、芥子酸、阿魏酸和香豆酸等[2]。 2.1. 单宁 单宁也称多酚，是分子量在500~28,000 Da之间 的一类特殊的多酚化合物，广泛存在于植物体内并与 植物的抗逆性密切相关[3]。同时，它们可以和植物体 内的蛋白、淀粉、纤维素和矿质元素等形成各种复合 物[4]。人们根据单宁化学结构的不同，将其分为三类， 即褐藻单宁、水解单宁和缩合单宁。褐藻单宁仅从几 种褐藻中分离得到，但是水解单宁和缩合单宁在植物 界中广泛存在。水解单宁通常是以一个多元醇为核 心，通过几个或多个酯键与酚化合物相连，连接的酚 化合物有没食子酸或鞣花酸等。缩合单宁是黄烷醇的 二聚体、低聚体或多聚体，由于缩合单宁在热酸–醇 处理下能生成花色素，所以将缩合单宁也称为原花色 素(proanthocyanidins, PAs)[5]。油菜籽中含有大量的单 宁，单宁的大量存在导致种皮变为黑色，饼粕味苦并 带有涩味[4]。Clandinin 和Heard运用在丁香中测量单 宁的方法，测得油菜饼粕中含有大约 3%的单宁，然 而Fenwick和Hoggan 指出这一测量结果应该是单宁 和芥子碱的总含量[6,7]。Fenwick 等[8]测得油菜品种 “Tower”含有 2.71%的单宁，去掉种皮后的油菜饼粕 的单宁含量为 3.91%。Price 等[9]测出脱脂油菜种子的 子叶中单宁含量为 0.09%~0.39%。Mitarn 等[10]测得种 皮的缩合单宁含量在 0.02%~0.22%之间。Naczk 等[11] 发现油菜籽壳中的不溶性单宁占总单宁含量的 70%~ 95.8%。 2.2. 原花色素(PAs) 随着研究的深入，人们发现油菜种皮中积累的黑 色物质主要是单宁中的一类，即原花色素。在种子成 熟的末期PAs 被氧化，同时它的酚羟基可以和蛋白质 和多糖等形成复杂的化合物使得油菜种皮呈现黑色 [12]。PAs 主要是在种子的内种皮中积累，以游离态和 结合态两种形式存在。油菜种皮中的PAs 首先是由 Bate-Smith 和Ribereau-Gayon 发现的[13]，随后 Durkee [14]证实了这一发现，他指出种皮的水解产物有花青 素、天竺葵色素和一些花青素的衍生物。目前常用的 测定 PAs 含量的方法是香草醛法[9]。香草醛在酸性条 件下可与PAs 反应形成红色物质，酸在这一过程中起 催化作用，用表儿茶素做标准曲线可以得到准确的 PAs 含量。但反应不具特异性，单体的黄酮醇和二氢 查尔酮也可以和香草醛发生反应[12]。Naczk 等[15]使用 香草醛法，测得在脱油种皮中可溶性PAs 的含量占种 皮干重的 2%。使用传统的化学分析法对油菜种子中 的多酚物质进行分析，杂质的影响比较大，而且无法 分离单一组分，这阻碍了对油菜种子多酚的进一步研 究。随着高效液相色谱质谱联用仪(LC-MS)的发展及 电喷雾电离(ESI)技术的发展，特别是质谱检测技术 (如离子井检测器、四级杆检测器和飞行时间检测器) 的发展使得人们研究植物微量成分变得更为便利。 Auger 等[16]首次使用 LC-MS 及ESI 技术对发育过程中 油菜种皮PAs 含量进行分析，发现种子授粉 30天后， 种皮可溶性PAs 的含量可以达到种皮干重的 10%，而 在种子的成熟阶段，可溶性 PAs 含量几乎为零。Lipsa 等[17]用香草醛法进行油菜饼粕中可溶性 PAs 含量的 测定，测得油菜籽饼粕中含有0.413%的PAs ，将提取 物通过 HPLC 进行分析，没有发现 PAs 的聚合单体， 但可以明显的检测到寡聚体和多聚体的存在。通过几 个明显色谱峰面积的计算，测得可溶性寡聚体PAs 占 油菜饼粕干重的 0.107%，可溶性多聚体 PAs 占油菜 饼粕干重的 0.093%。 另一种测定 PAs 含量的方法是盐酸–正丁醇法 (也叫原花色素分析法)[18]。将含有可溶性/不溶性 PAs 的植物组织在酸性条件下酸解，可溶性/不溶性的 PA 在酸性条件下水解释放粉红色的花青素，在 550 nm 可以通过测定花青素的含量，这一方法更多被用来测 定种子中不溶性 PAs 的含量。Auger[16]使用盐酸–正 丁醇法测得发育过程中不溶性PAs 在授粉 45 天左右 达到最大值(大约占种皮干重的 1.2%)，而在成熟的种 子中，不溶性 PA 的含量也从最大值降低到 0.3%左右。 Copyright © 2013 Hanspub 57  甘蓝型油菜种子抗营养物质的研究 研究还发现油菜中的 PAs 为表儿茶素单体分子聚合而 成的寡聚体或多聚体[17,18]，种皮中的PAs 的合成是以 芳香族化合物作为合成底物，经一系列反应产生二氢 黄酮醇；二氢黄酮醇在二氢黄酮醇羟化酶的作用下羟 化产生二氢槲皮素；二氢槲皮素通过二氢黄酮醇还原 酶，产生无色矢车菊素；无色矢车菊素通过无色花色 素双加氧酶氧化，产生花青素(品红色)；花青素再通 过花青素还原酶，产生表儿茶素，表儿茶素通过聚合 反应而形成PAs[19]。 2.3. 类黄酮 类黄酮是植物中的一种次级代谢产物，在植物界 中广泛存在。一般具有抗氧化活性、抗致癌性、抑菌 性、抗诱变作用和抗炎作用，同时可以减少心血管疾 病的发病率[20]。植物中常见的类黄酮主要由槲皮素、 山萘酚、异鼠李素及它们形成的糖苷类化合物。类黄 酮中的黄酮醇类比较特殊，它们一般不会形成糖苷， 单体分子常常聚合形成种皮中的主要色素物质 PAs。 到目前为止，发现的黄酮类化合物总数已超过 9000 种[21,22]。Auger[16]等利用 HPLC-MS 通过对发育过程中 的油菜种皮酚类物质的研究，发现油菜种皮中含有13 种黄酮类物质，主要黄酮类物质是表儿茶素单体及其 形成的 5种低聚体，还有槲皮素-3-O-葡萄糖苷、槲皮 素–二己糖苷、异鼠李素-3-O -葡萄糖苷、异鼠李素– 己糖苷–硫酸、山萘酚–芥子酰–三己糖苷、异鼠李 素–二己糖苷和异鼠李素–芥子酰–三己糖苷 7种黄 酮醇形成的糖苷。它们的含量在不同株系的不同发育 时间都有变化，每种黄酮类物质的含量占种皮干重的 0.01%~0.1%。最近我们利用LC-ESI-MS方法对黄/黑 籽油菜种子成熟过程中种皮色素进行定量分析，发现 黄籽中类黄酮的成分比黑籽含量低。在油菜种皮中含 有大量的酚类化合物，如芥子碱、芥子酸、二芥子酰 葡萄糖、表儿茶素、槲皮素，山萘酚、异鼠李素–二 己糖甙、山萘酚–芥子酰–三己糖甙、异鼠李素–芥 子酰–三己糖甙、异鼠李素–己糖甙–硫酸酯、异鼠 李素-3-葡萄糖甙等。黑籽中芥子碱、表儿茶素和异鼠 李素–二己糖甙的含量比黄籽高，二芥子酰–葡萄糖 比黄籽低[23]。 2.4. 其它酚类化合物 在油菜种子中，除了单宁、PAs和类黄酮以外， 含量较多的其它酚类化合物主要还有芥子碱、芥子 酸、芥子油苷、没食子酸、咖啡酸、阿魏酸、对香豆 酸、原儿茶酸、羟基苯甲酸以及它们形成的糖苷等[24]。 其中芥子碱是油菜种子中含量最多的一种酚酸，其含 量可达整个种子干重的 1%~2%[25]。Mailer 等[26]测得 油菜饼粕含有 1.0%~1.8%的芥子碱和 11~34 μmol/g的 芥子油苷。Aleksandra 等[27]用50%的甲醇水溶液进行 多酚的提取，将提取物进行HPLC 分析，测得油菜饼 粕中芥子酸含量占油菜饼粕干重的0.017%~0.036%、 没食子酸占 0.001%~0.002%、咖啡酸占 0.00001%~ 0.00007% 、阿魏酸占0.0001%~0.002% 、对香豆酸占 0.0005%~0.0009%。通过 HPLC 测得总酚酸含量占油 菜饼粕干重的0.02%~0.04%。Liu 等[28]通过对 10 个甘 蓝型油菜品种胚和种皮中酚化合物进行研究，发现了 7种主要可溶性的酚类化合物，分别是芥子碱、芥子 酸、原儿茶酸、阿魏酸、香豆酸和羟基苯甲酸。除芥 子酸和芥子碱外，其他几种酚酸的含量都在几万分之 一左右。芥子碱在种皮和胚中都是含量最多的酚化合 物，分别占干重的0.093%~0.176%和1.565%~2.188%， 其次为芥子酸的含量，芥子酸的含量分别为 0.007%~ 0.029%和0.0107%~0.0266%。同时，发现总酚和酚酸 在胚中的含量远远要大于种皮中的含量。在胚中可溶 性总酚含量占胚干重的2.507%~3.524%，种皮中的可 溶性总酚含量占种皮干重的0.447%~0.707%[29]。 3. 油菜种子中木质素和纤维素 油菜的种皮中含有大量的木质素、膳食纤维和多 糖成分。木质素和纤维素在植物界中广泛分布，主要 参与植物细胞次生壁的形成，在次生壁中大量积累， 主要提供给细胞壁以高的机械强度，同时还可以帮助 植物细胞抵抗外界生物和非生物胁迫等。但作为饲料 的油菜饼粕，种皮中高含量的木质素和纤维素不仅降 低了油菜饼粕中营养成分的含量，同时，会影响动物 的口感及消化吸收效率。 Marles 等[30]使用巯基乙酸分析法对油菜籽中的 木质素含量进行粗测。在油菜饼粕中加入含有巯基乙 酸的酸解液，巯基乙酸和木质素形成酸不溶性的物 质，将不溶物分离，溶于碱液中，通过比色法即可测 得木质素的含量。根据不同的分析方法可将植物组织 中的纤维素及木质素分为不同的类别。将植物组织用 Copyright © 2013 Hanspub 58  甘蓝型油菜种子抗营养物质的研究 中性洗涤剂分解，大部分细胞内容物溶解于洗涤剂中 (包括脂肪、可溶性糖类、淀粉和蛋白质等)，剩余的 不溶性残渣称为中性洗涤纤维(neutral detergent fiber, NDF)[31]，主要包括半纤维素、纤维素和与木质素相连 的化合物。如用酸性洗涤剂对植物组织进行处理，最 后剩余的固体成分即称为酸性洗涤纤维(acid deter- gent fiber, ADF)，主要包括纤维素、木质素和木质素- N连接的产物。将ADF 用72%的硫酸进行酸解处理， 去掉固体中含有的纤维素成分，剩余固体称为酸性洗 涤木质素(acid detergent lignin, ADL)，主要包括木质 素和木质素相连的多酚化合物，以上这几种木质素和 纤维素的含量是判定植物组织木质素和纤维素含量 的主要指标。而将植物组织中，除了淀粉以外的其它 多糖成分统称为非淀粉多糖(non-starch polysaccha- rides, NSP)，非淀粉多糖一般包括三大类，即纤维素、 非纤维多糖和果胶聚糖。根据NSP 的溶解性，非淀粉 多糖可分为可溶性非淀粉多糖和不溶性非淀粉多糖。 Daun 等[32]对不同品种油菜的化学成分进行测定，发 现油菜饼粕的纤维素含量占油菜饼粕干重的13%~ 18%(NDF 和ADF 之和)。Slominski 等[33]将黄籽油菜 饼粕的提取物进行气相色谱分析，测得油菜饼粕含有 8%~10%的蔗糖，2%~3%的寡聚糖，20%~22%的NSP， 和5%~8%的木质素和多酚。在黑籽油菜中，测得总 纤维素含量为 30%，有 26%的NDF，8.0%的木质素 和多酚。可以看出，油菜籽粕中含有大量的木质素和 纤维素，黑籽油菜中这两种成分的含量要明显高于黄 籽油菜。 传统的方法对油菜籽抗营养物质的测定先将种 子破碎，然后对目标物质进行分离，再通过不同的方 法进行定量分析。整个流程花费较多的时间，并且费 用比较昂贵。基于这些原因，Font 等[34]首先尝试了使 用近红外反射光谱(NIRS)仪进行油菜种子纤维素含 量的无损分析。该方法的特点是操作简单，费用较低， 同时，NIRS也可用来测定种子的蛋白质含量、含油 量、芥子油苷的含量和芥子碱的含量[35]等。Font[34]等 通过 NIRS 测得甘蓝型油菜中的 ADF 含量为 11.74%。 Wittkop 等[36]通过 NIRS 法分析黄籽油菜和黑籽油菜 中各种成分的差异，测得黄籽油菜株系YE2-DH162 中，NDF 占种子干重的14.47 %，ADF 为9.63%，ADL 为3.24%，含油量为44.63%，蛋白含量为 25.34%， 芥子油苷为 14.45 μmol/g。在黑籽油菜 YE2-DH897株 系中，NDF 占种子干重的 17.97%，ADF 为12.71%， ADL 为5.91%，含油量为 44.45%，蛋白含量为 22.45%， 芥子油苷的含量为 14.98 μmol/ g [37]。同时，我们实验 室也尝试使用固体核磁共振技术(solid-state NMR)，在 低场条件下，对油菜的木质素含量进行分析[38]。 4. 展望 通过对大量遗传背景不同的黄籽和黑籽油菜种 子PAs、NDF、ADF、ADL、芥子碱、芥子油苷、蛋 白含量和含油量的研究，发现在黄籽油菜中，种子的 蛋白含量和含油量有所增加，可能的原因是黄籽油菜 中种皮变薄，导致其纤维素含量和多酚物质减少，这 样就增加了种子氨基酸合成前体的含量，最终导致种 子蛋白含量的增加[39]。同时发现黄籽油菜中多酚及类 黄酮的含量也较低，研究表明木质素和类黄酮有相同 的合成途径，即苯丙素类(phenylpropanoid)途径，它 们有共同的合成前体，所以获得低木质素含量的油菜 籽也就意味着低PA含量的油菜籽[40]。目前在甘蓝型 油菜中与类黄酮合成相关基因的克隆也有报道，如结 构基因 TT7(黄酮醇-3’-羟化酶)[41]、TT12(胯膜转运蛋 白)[42]、BAN(花色素还原酶)[16]和MYB 型转录因子 TT2[43]。但所克隆的这些基因是否与油菜种皮色素的 形成有关尚不清楚，而且甘蓝型油菜为异源四倍体， 基因会出现重组和加倍现象。比如Wei 等[44]从甘蓝型 油菜中克隆的 TT2基因具有 3个拷贝，RT-PCR 分析 结果表明其中的BnTT 2-2 在种子中表达最高，但与拟 南芥不同的是该拷贝还在根中表达，另外2个拷贝 BnTT2-1 和BnTT2-3 表达量相对较低，且无组织特异 性。甘蓝型油菜中的 ADL 是主要的抗营养成分，其 含量在黄籽中远远低于黑籽，并且ADL 的含量和种 子蛋白含量有较好的负相关性，所以可以用 ADL 的 含量作为一个选育优良品种的标记成分[44]。同时，由 于ADL 和酚酸有共同的合成前体，所以认为获得低 ADL 含量的种子即意味着低酚酸。目前为止，育种学 家对甘蓝型油菜种子抗营养物质的合成机理也进行 了初步的研究，例如对控制PA合成基因的克隆[45]； 通过基因工程技术，抑制芥子碱合成基因的表达，得 到低芥子碱含量的油菜种子[46]；通过RNA 干扰技术， 抑制芥子酸酯的合成，从而降低油菜种子中芥子酸酯 Copyright © 2013 Hanspub 59  甘蓝型油菜种子抗营养物质的研究 的含量[47]；以及对控制抗营养物质基因的 QTL 分析 及分子标记的研究等等。在不同株系中，抗营养物质 含量的差异，反映了控制它们合成的蛋白质的差异及 转录组差异，最终反映了它们基因组的差异。随着研 究的深入，人们更加关注种子在发育过程中抗营养物 质合成前体成分的变化以及关关键基因或转录因子， 因为它们才是最终导致油菜种子抗营养成分差异的 关键因素。 参考文献 (References) [1] R. Scarth, J. Tang. Modification of Brassica oil using conven- tional and transgenic approaches. Crop Science, 2006, 46(3): 1225-1236. [2] C. Batista, L. Barros, A. M. Carvalho and I. C. Ferreira. Nutri- tional and nutraceutical potential of rape (Brassica napus L. var. napus) and “tronchuda” cabbage (Brassica oleraceae L. var. costata) inflorescences. Food and Chemical Toxicology, 2011, 49(6): 1208-1214. [3] P. Schofield, D. M. Mbugua and A. N. Pell. Analysis of con- densed tannins: A review. Animal Feed Science Technology, 2001, 91(1): 21-40. [4] F. Shahidi and M. Naczk. An overview of the phenolics of ca- nola and rapeseed: Chemical, sensory and nutritional implica- tions. Journal of American Oil Chemists Society, 1992, 69: 917- 924. [5] 石碧, 狄莹. 植物多酚[M]. 北京: 科学出版社, 2000: 1-18. [6] D. Clandinin, J. Heard. Tannins in prepress-solvent and solvent- processed rapeseed meal. Poultry Science, 1968, 47(2): 688-689. [7] R. Fenwick, S. Hoggan. The tannin content of rapeseed meals. British Poultry Science, 1976, 17: 59-62. [8] G. R. Fenwick, L. C. Caralyn, A. W. Pearson and E. J. Butler. The treatment of rapeseed meal and its effect on chemical com- position and egg tainting potential. Journal of the Science of Food and Agriculture, 1984, 35(7): 757-761. [9] M. L. Price, S. Van Scoyoc and L. G. Butler. A critical evaluation of the vanillin reaction as an assay for tannin in sorghum grain. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 1978, 26(5): 1214- 1218. [10] B. N. Mitaru, R. Blair, T. M. Bell and R. D. Reichert. Tannin and fiber contents of rapeseed and canola hulls. Canadian Journal of Animal Science, 1982, 62: 661-663. [11] M. Naczk, R. Amarowicz, D. Pink and F. Shahidi. Insoluble tan- nins of canola/rapeseed. Journal of Agriculture and Food Chem- istry, 2000, 48(5): 1758-1762. [12] A. E. Hagerman, M. E. Rice and N. T. Ritchard. Mechanisms of protein precipitation for two tannins, pentagalloyl glucose and epicatechin16 (4→8) catechin (procyanidin). Journal of Agricul- ture and Food Chemistry, 1998, 46(7): 2590-2595. [13] E. C. Bate-Smith, P. Ribereau-Gayon. Qualitas plant. Et Mate- riae Vegetabiles, 1959, 5: 189. [14] A. B. Durkee. The nature of tannins in rapeseed (Brassica cam- pestris). Phytochemistry, 1971, 10: 1583-1585. [15] M. Naczk, T. Nichols, D. Pink and F. Sosulski. Condensed tan- nins in canola hulls. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 1994, 42(10): 2196-2200. [16] B. Auger, N. Marnet, V. Gautier, A. Maia-Grondard, F. Leprince, M. Renard, S. Guyot, N. Nesi and R. Jean-Marc. A detailed sur- vey of seed coat flavonoids in developing seeds of Brassica napus L. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 2010, 58 (10): 6246-6256. [17] F. Lipsa, R. Snowdon and W. Friedt. Quantitative genetic analy- sis of condensed tannins in oilseed rape meal. Euphytica, 2012, 184(2): 195-205. [18] L. J. Porter, L. N. Hrstich and B. G. Chan. The conversion of procyanidins and prodelphinidins to cyanidins and delphindins. Phytochemistry, 1986, 25: 223-230. [19] L. Lepiniec, I. Debeaujon, J. Routaboul, A. Baudry, L. Pourcel, N. Nesi and M. Caboche. Geneticsand biochemistry of seed fla- vonoids. Annual Review of Plant Biology, 2006, 57: 405-430. [20] M. C. Wong, P. W. Emery, V. R. Preedy and H. Wiseman. Health benefits of isoflavones in functional foods proteomic and meta- bonomic advances. Inflammopharmacology, 2008, 16(5): 235- 239. [21] 何兰, 姜志宏. 天然产物资源化学[M]. 北京: 科学出版社, 2008: 340-372. [22] C. A. Williams, R. J. Grayer. Anthocyanins and other flavonoids. Natural Product Reports, 2004, 21(4): 539-573. [23] J. Jiang, Y. Shao, A. Li, C. Lu, Y. Zhang and Y. P. Wang. Flavo- noid profiling and gene expression in developing seeds of yel- low- and black-seeded Brassica napus. Journal of Integrative Plant Biology, 2013, in press. [24] X. Li, N. Westcott, M. Links and M. Y. Gruber. Seed coat phe- nolics and the developing silique transcriptome of Brassica cari- nata. Journal of Agriculture and Food Chemisty, 2010, 58(20): 10918-10928. [25] R. Khattab, M. Eskin, M. Aliani and U. Thiyam. Determination of sinapic acid derivatives in canola extracts using high-perfor- mance liquid chromatography. Journal of American Oil Chem- ists Society, 2010, 87(2): 147-155. [26] R. J.Mailer, A. McFadden, J. Ayton and B. Redden. Anti-nutri- tional components, fibre, sinapine and glucosinolate content, in australian canola (Brassica napus L.) meal. Journal of American Oil Chemists Society, 2008, 85(10): 937-944. [27] S. C. Aleksandra, K. Trokowski, G. Karlovits and E. Szlyk. De- termination of antioxidant capacity, phenolic acids, and fatty acid composition of rapeseed varieties. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 2010, 58(13): 7502-7509. [28] Q. Liu, L. Wu, H. M. Pu, C. Y. Li and Q. H. Hu. Profile and dis- tribution of soluble and insoluble phenolics in chinese rapeseed (Brassica napus L.). Food Chemistry, 2012, 135(2): 616-622. [29] T. Swain, W. E. Hillis. The phenolic constituents of Prunus do- mestica I. The quantitative analysis of phenolic constituents. Jour- nal of the Science of Food and Agriculture, 1959, 10(1): 63-68. [30] S. Marles, M. Y. Gruber. Histochemical characterisation of unex- tractable seed coat pigments and quantification of extractable lignin in the Brassicaceae. Journal of Agriculture and Food Che- mistry, 2004, 84(3): 251-262. [31] F. A. Mascharenhas, J. Kersten and C. H. Cast. The study of several modifications of the neutral detergent fiber procedure. Animal Feed Science Technology, 1983, 9(1): 19-28. [32] J. K. Daun, D. R. De Clercq. Quality of yellow and dark seeds in Brassica campestris canola varieties Candle and Tobin. Journal of American Oil Chemists Society, 1988, 65: 122-126. [33] B. A. Slominski, L. D. Campbell and W. Guenter. Carbohydrates and dietary fibre components of yellow and brown seeded canola. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 1994, 42(3): 704- 707. [34] R. Font, D. R. Mercedes, J. M. Fernandez and A. D. Haro. Acid detergent fiber analysis in oilseed Brassicas by near-infrared spec- troscopy. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 2003, 51 (10): 2917-2922. [35] F. T. Zum, A. Baumert, D. Strack, H. C. Becker and C. Mollers. Genetic variation for sinapate ester content in winter rapeseed (Brassica napus L.) and development of NIRS calibration equa- tions. Plant Breeding, 2007, 126(3): 291-296. [36] B. Wittkop, R. J. Snowdon and W. Friedt. Status and perspec- tives of breeding for enhanced yield and quality of oilseed crops for Europe. Euphytica, 2009, 170(1-2): 131-140. [37] B. Wittkop, R. J. Snowdon and W. Friedt. New NIRS calibra- tions for fiber fractions reveal broad genetic variation in Bras- sica napus seed quality. Journal of Agriculture and Food Chem- Copyright © 2013 Hanspub 60  甘蓝型油菜种子抗营养物质的研究 Copyright © 2013 Hanspub 61 istry, 2012, 60(9): 2248-2256. [38] J. J. Jiang, Y. L. Shao, A. M. Li, Y. T. Zhang, C. X. Wei and Y. P. Wang. FTIR and NMR study of seed coat dissected from differ- ent colored progenies of Brassica napus-Sinapis alba hybrids. Journal of Science and Food Agriculture, 2013, in press. [39] A. G. Badani, R. J. Snowdon, B. Wittkop, F. D. Lispa, R. Baetzel, R. Horn, H. A. De, R. Font, W. Luhs and W. Friedt. Colocaliza- tion of a partially dominant gene for yellow seed colour with a major QTL influencing acid detergent fibre (ADF) content in different crosses of oilseed rape (Brassica napus). Genome, 2006, 49(12): 1499-1509. [40] S. Marles, M. Y. Gruber. Histochemical characterisation of unex- tractable seed coat pigments and quantification of extractable lignin in the Brassicaceae. Journal of Agriculture and Food Che- mistry, 2004, 84(3): 251-262. [41] B. B. Xu, J. N. Li, X. K. Zhang, R. Wang, L. L. Xie and Y. R. Chai. Cloning and molecular characterization of a functional flavonoid 3’-hydroxylase gene from Brassica napus. Journal of Plant Physiology, 2007, 164(3): 350-363. [42] Y. R. Chai, B. Lei, H. L. HuangJ. N. Li, J. M. Yin, Z. L. Tan, R. Wang and L Chen. TRANSPARENT TESTA 12 genes from Bras- sica napus and parental species cloning, evolution, and different- tial involvement in yellow seed trait. Molecular Genetics and Genomics, 2009, 281(1): 109-123. [43] Y. Wei, Y. Chai, J. J. Lu, Z. L. Tan, D. C. Pu and J. N. Li. Mo- lecular cloning of Brassica napus TRANSPARENT TESTA2 gene family encoding potential MYB regulatory proteins of proan- thocyanidin biosynthesis. Molecular Biology Reports, 2007, 34(2): 105-120. [44] L. Liu, A. Stein, B. Wittkop, P. Sarvari, J. Li, X. Yan, F. Dreyer, M. Frauen, W. Friedt and R. J. Snowdon. A knockout mutation in the lignin biosynthesis gene CCR1 explains a major QTL for acid detergent lignin content in Brassica napus seeds. Theoreti- cal and Applied Genetics, 2012, 124(8): 1573-1586. [45] Y. L. Wei, J. N. Li, J. LuJ, Z. L. Tang, D. C. Pu and Y. R. Chai. Molecular cloning of Brassica napus TRANSPARENT TESTA 2 gene family encoding potential MYB regulatory proteins of proanthocyanidin biosynthesis. Molecular Biology Reports, 2007, 34(2): 105-120. [46] V. S. Bhinu, U. A. Schafer, R. Li, J. Huang and A. Hannoufa. Targeted modulation of sinapine biosynthesis pathway for seed quality improvement in Brassica napus. Transgenic Research, 2009, 18(1): 31-44. [47] S. Wei, X. Li, M. Y. Gruber, R. Li, R. Zhou, A. Zebarjadi and A. Hannoufa. RNAi-mediated suppression of DET1 alters the levels of carotenoids and sinapate esters in seeds of Brassica napus. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 2009, 57(12): 5326- 5333. |